Le Naturaliste

Hello

Maraussan a écrit :Sopalin ou PQ, ça marche aussi bien...

Il y a aussi le papier séche-lame disponible chez le laborantin :
https://jeulin.com/lelaborantin_fr/803014.html

Bien cordialement
Pierre M.

Oui, mais ce n'est pas destiné à absorber l'excès de liquide d'une préparation entre lame et lamelle, c'est un tissus intissé ne laissant aucune fibre en surface de la lame après essuyage, avant dépôt de spécimens rares, genre montage de collection de diatomées, ultramicroscopie fluo...
Identique en fait aux tissus destinés à essuyer les lentilles frontales des objectifs photo.

Bonjour,
J'ai bien peur de m'être mal exprimée dans mon message d'origine.
Ce n'est pas un excès de liquide que je cherche à éliminer mais plutôt les menus éclats de sable et autres débris végétaux qui sont parfois suffisamment petits pour passer dans la pipette mais semblent parfois faire une épaisseur entre lame et lamelle.

Ben, essaie toute sorte de filtres en auto-fabrication, métalliques et nylon (filtres de cafetières à piston...vide-greniers), bas ou collants féminins, bout de filtres pour filet à plancton, ces petits sachets pour infusion de thé qu'on voit de plus en plus (pas le sachet de thé filtre papier mais celui en fibre synthétique un peu plus haut de gamme) etc.
Je crois que, là, il faut faire appel à "l'esprit de bricole".
Pour ma part, dès que je trouve qqch éventuellement utilisable je stocke pour un usage plus ou moins ultérieur.

fp03 a écrit :Bonjour,
J'ai bien peur de m'être mal exprimée dans mon message d'origine.
Ce n'est pas un excès de liquide que je cherche à éliminer mais plutôt les menus éclats de sable et autres débris végétaux qui sont parfois suffisamment petits pour passer dans la pipette mais semblent parfois faire une épaisseur entre lame et lamelle.

Ha, nous voilà dans les fondamentaux des préparations.
On utilise des aiguilles dites "montées" sur manche, voir des aiguilles lancéolées dont on peut varier l'angle d'inclinaison. Perso, j'utilise des épingles (allemandes) ultra-fines destinées à la présentation des insectes, montées sur un porte-aiguille, stock constitué vers 1970...

Veux-tu dire que même pour l'étude des Desmidiées, je devrais essayer au préalable d'enlever ces débris qui me gênent avec une aiguille montée ? Sous la bino, je suppose ?

Exemple, ce qui me sert quasiment tout le temps.
de gauche à droite chacun rentrant dans l'autre :
- petit filtre provenant d'une cafetière (ça se démonte facilement pour un nettoyage poussé)
- tuyau pvc que j'avais mis au diamètre du filtre, l'étranglement bloquant le filtre en partie haute. Le trou percé permet l'évacuation de l'air nécessaire pour un bon écoulement de la partie filtrée
- bocal verre
- support qui, en apportant de la stabilité, évite les gros mots inévitables en cas de renversement du précieux

Ce modèle est SGDG, quiconque peut s'en inspirer.
La lampe n'a rien à voir dans le sujet !

Alain ayant répondu entre temps j'ajoute que dans le domaine de la bricole, pour remplacer les aiguilles lancéolée :
- longues baguettes, piques style baguette de mikado fendues (cutter) à leur extrémité, insertion dans la fente d'un poil de blaireau - - (voiture, ciseaux dans la boite à gants, malheureux blaireau occis sur la chaussée et te voilà un stock de poils pour la vie, prendre à plusieurs endroits, question d'épaisseur donc souplesse + ou- désirée)
- un point de colle
- serrage

C'est gratos et on peut s'en faire plein de différentes tailles et même (sous bino) en faire ayant forme de boucle.

J'en ai d'autres bricoles de ce genre mais, là, c'est l'heure de l'apéro.

fp03 a écrit :Veux-tu dire que même pour l'étude des Desmidiées, je devrais essayer au préalable d'enlever ces débris qui me gênent avec une aiguille montée ? Sous la bino, je suppose ?

Oui et non, en ce sens que je tiens pas à faire penser que les microscopistes sont des obsessionnels des protocoles rigides... car il n'y a aucune obligation.

Mais, si l'on utilise des objectifs de qualité, d'un grandissement supérieur à 10x (c'est en fait une fonction de l'ouverture numérique), chose courante avec les algues et desmidiées, la qualité de l'image observée peut-être affectée proportionnellement à l'épaisseur du débris le plus encombrant en épaisseur.

J'explique : les objectifs sont conçus pour observer un spécimen localisé très exactement au contact d'une lamelle de verre d'une épaisseur de 0.17mm. Si l'on veut une tolérance de montage (cas de l'histologie approximative), on utilise une lamelle de 0.15mm.

Si un débris de 0.50mm est présent, le spécimen est éloigné d'autant de la face inférieure de la lamelle (moins l'épaisseur du spécimen). Les 0.17mm ne sont pas respecté. Hors spécification du cahier des charges, l'image se dégrade... Avec un objectif 40x, c'est rédhibitoire.
Le test comparatif est facile à réaliser, et c'est gratuit.

Donc, on tente de minimiser la quantité des débris, on pompe les liquides superflus, sans toutefois écraser les spécimens vivants fragiles.

D'accord ! Ici on parle de la même chose.
Ma question secondaire était : sachant que des espèces intéressantes se cachent parfois au creux de ces débris, est-ce qu'il vaut mieux les enlever quand même et espérer que ces espèces se retrouvent ailleurs où c'est plus propre ?